APERÇU DES LUMIÈRES UV-C

Qu'est-ce que la lumière UV ?

Ce type de lumière est émis naturellement par le soleil, mais il peut aussi être généré artificiellement par des lampes et des luminaires. Dans le spectre de la lumière solaire, la lumière d’une longueur d’onde de 100 à 400 nanomètres (nm) est appelée lumière ultraviolette. Elle peut être divisée en UV-A (315 à 400 nm), UV-B (280 à 315 nm) et UV-C (200 nm à 280 nm). Contrairement aux tubes fluorescents classiques dont nous pouvons confirmer visuellement la luminosité, l’évaluation de l’intensité lumineuse sur un luminaire UV est plus compliquée du fait que la lumière UV est invisible à l’œil nu.

Depuis des décennies, la communauté scientifique connaît la capacité de désinfection de la lumière ultraviolette (UV).

Comme mentionné ci-dessus, les longueurs d’onde UV peuvent aller de 100 à 400 nm et ils comprennent des spectres distincts. Les UV-A et UV-B ont une gamme supérieure à 300 nm, ce que ne parvient pas à inactiver les agents pathogènes, les rendant ainsi inefficaces pour les applications de désinfection. Au contraire, les UV-C se situent entre 200 et 280 nm (pic à 250 – 275 nm), et ils ont la capacité de tuer les agents pathogènes. Également connue comme lumière germicide, cette gamme comprend la lumière UV-C lointane et la lumière UV-C. L’UV-C lointaine (207 – 222 nm), est actuellement en course d’évaluation de sécurité pour la peu et les yeux.

Comment fonctionne l'UV-C

Avec l’évolution rapide des applications UV-C destinées à des fins de désinfection, il existe un besoin croissant de quantifier et de déterminer si une lampe ou une installation UV-C atteindra les effets souhaités.

La recherche a montré que l’ADN et l’ARN absorbent le rayonnement ultraviolet plus facilement à des longueurs d’onde comprises entre 254 et 275 nanomètres. Étant donné que les UV-C se situent dans cette gamme, la technologie UV-C est, capable de pénétrer la membrane cellulaire et le noyau des agents pathogènes.

Lorsque l’ADN et l’ARN d’un agent pathogène sont exposés au rayonnement UV-C, un changement chimique se produit dans les acides nucléiques, entraînant une corruption du code génétique. Au cours de ce processus, appelé dimérisation, le rayonnement UV-C inactive l’agent pathogène en le rendant incapable de se régénérer ou de se répliquer, ou en provoquant la mort cellulaire.

En raison de cette capacité, la lumière UV-C es également connue sous le nom d’UV germicide, et il a été prouvé qu’elle neutralise avec succès l’effet d’une variété d’agents pathogènes, tels que les propagules bactériennes, les spores, les virus, les champignons, etc.

Pourquoi choisir un désinfectant UV

L’Illuminating Engineering Society (IES) a publié un nouveau rapport sur les rayons ultraviolets germicides (GUV) et sur la manière dont ils pourraient réduire la propagation du COVID-19. Avec l’équipement approprié, les UV germicides peuvent être utilisés avec succès et en toute sécurité pour désinfecter l’air dans les espaces occupés, tels que les salles d’attente des hôpitaux, les unités de soins intensifs et les salles d’opération, ainsi que les cliniques, les bureaux, les installations de fabrication et de transport, les écoles, les maisons etc.

Dans les environnements à accès contrôlé inoccupés, les UV-C peuvent être utilisés comme mesure supplémentaire pour désinfecter les surfaces des pièces, afin de réduire la propagation des infections associées aux soins de santé. Les UV-C germicides sont également utilisés pour la désinfection de certains types d’équipements de protection individuelle (EPI) pour une réutilisation limitée pendant la pandémie.

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Comment les UV-C sont mesurés

  • Irradiance

    L’irradiance est le flux d’énergie radiante par unité de surface (normale en tant qu’à la direction du flux d’énergie radiante à travers un support).

    La mesure de l’irradiance est une façon de déterminer la quantité totale (c’est-à-dire la densité du rayonnement incident sur une surface donnée) d’énergie UV-C qui irradie une surface à une certaine distance. Cette mesure peut être utilisée pour évaluer à la fois l’efficacité et la sécurité d’un dispositif.

    L’irradiance est exprimée en microwatts par centimètre carré par distance (μW • s / cm2 • distance).

    La relation entre l’irradiance et la distance source-surface peut être exprimée par la loi du carré inverse, dans laquelle l’intensité maximale d’irradiance sur une surface diminue de façon exponentielle avec la distance.

L’obtention de la valeur réelle nécessiterait de prendre en compte l’angle de vision, le diagramme de rayonnement, la zone d’intérêt sur la surface et d’autres facteurs externes tels que la réflexion potentielle de la lumière de l’environnement.

Carte d’IRRADIANCE utilisant une lampe UV-C de 250 Watts

Fluence

La fluence est un autre moyen de mesurer la quantité totale d’énergie UV-C qui a irradié une surface pendant un certain temps. Elle est également parfois appelée dose UV-C ou dose d’exposition UV-C.

Un élément essentiel au succès d’une désinfection UV-C consiste à s’assurer que l’agent pathogène est exposé à la bonne fluence lumineuse (dose UV-C) afin que le rayonnement UV-C puisse être absorbé à travers de sa membrane. En fait, il s’agit de l’élément le plus important dans la conception d’un système UV-C, car la fluence est le principal déterminant d’une inactivation réussie des agents pathogènes. Différents agents pathogènes nécessiteront différentes doses de lumière UV-C pour être tués ou inactivés.

La fluence est exprimée en millijoules par cm2 (mJ/cm2) et correspond à la dose d’énergie UV-C nécessaire pour neutraliser un agent pathogène déterminé. Calculée pour la désinfection de l’eau, des surfaces et de l’air, la formule est la suivante :

Irradiance UV-C (μW/cm2) × temps d’exposition (secondes)

La valeur de fluence peut être augmentée par :

1) Augmenter la puissance générée par la source UV-C
2) Augmenter le temps d’exposition à la source UV-C
3) Diminution de la distance entre la source UV-C et l’objet à désinfecter

Carte d’FLUENCE utilisant une lampe UV-C de 250 Watts avec 10 minutes

  • Quelle fluence est nécessaire?

    Cela dépend des facteurs suivants:

    • Type d’agents pathogènes à traiter
    • Niveau de désinfection / réduction logarithmique
    • Longueur(s) d’onde UV délivrée(s)
    • Temps

    Le degré d’inactivation des agents pathogènes par rayonnement ultraviolet est directement lié à la dose d’UV-C appliquée. Cette dose est le produit de l’irradiance UV-C (I, exprimée en énergie par unité de surface) et du temps d’exposition (T). Donc: DOSE = I x T.

    La dose d’UV-C requise dépend de la tâche et/ou de la situation.

  • Réduction log

    Il est essentiel de comprendre ce qu’est la réduction logarithmique (log) et pourquoi elle est importante pour le processus de désinfection des surfaces. Les scientifiques, ingénieurs et autres professionnels, qui sont responsables, parfois même légalement, de la prévention des maladies et de la contamination pathogène, utilisent la réduction logarithmique comme mesure d’évaluation du niveau d’élimination de la charge microbienne.

    Le terme log est l’abréviation de logarithme, un terme mathématique désignant une puissance à laquelle un nombre peut être élevé. Par exemple, en utilisant 10 comme nombre donné, une augmentation du log 2 peut être représentée par 102 ou 10 x 10 = 100.

    Une fois la valeur log obtenue, la réduction des microorganismes est calculée à l’aide d’une échelle logarithmique comme indiqué sur le graphique ci-dessous.

Ce tableau est un exemple de valeurs de réduction log en utilisant un point de départ d’un (1) million de bactéries ou 1 000 000 UFC sur une surface (par exemple, sous les barrières de lit dans un hôpital), comme indiqué ci-dessous :

NOTA : La dose d’exposition aux UV-C nécessaire pour chaque niveau de réduction est indiquée à l’Annexe A (Tableaux) avec la référence publiée à l’Annexe C (Références), d’où proviennent les données.

  • Pourquoi la réduction du journal est importante.

    Les surfaces dans des hôpitaux peuvent être contaminées par des organismes pathogènes, et atteindre une réduction de seulement 6,0 log ou moins signifie qu’il probablement restera un nombre suffisant de virus, bactéries, champignons, ou spores de Clostridium difficile (C. diff) pour proliférer et repeupler des surfaces déjà traitées.

    La recherche montre que les agents pathogènes peuvent se propager et contaminer les patients et/ou développer de nouvelles colonies bactériennes et fongiques sur de nouvelles surfaces (Koganti, S., & Donskey, C., 2016).

    Le nombre de microbes survivants est très important car ils peuvent augmenter leurs populations de manière exponentielle dans un court laps de temps. Par exemple, Staphylococcus aureus ou (S. aureus), dans des conditions idéales, double la taille de sa colonie en 24 – 30 min (Generation Time, G). Cela signifie que 1 000 (ou 103 ou log 3) microbes augmenteraient à 2 000 après 30 min, 60 min plus tard ils seraient passés à 4 000, et après 2 h à 16 000, puis à plus d’un million (1 024 000) après 5 h ou plus, si l’environnement de culture est optimal.


    Exemples de réduction logarithmique pour les spores de Clostridium difficile (C-diff).

    Cadnum et Donskey (2016) ont démontré qu’un produit UV-C atteint une faible réduction d’environ 3,3 log sur une surface inoculée placée à quatre (4) pieds de la source lumineuse et après 40 min d’exposition. Dans ce cas, il n’a été expérimenté que sur des surfaces exposées au rayonnement de manière favorable (c’est-à-dire orientées vers la source lumineuse et à 4 pi de distance ou moins) (Cadnum, JL, Donskey, C., 2016).

    Lors du calcul de la réduction de 3,3 log, si la surface est contaminée par
    1 000 000 de spores, cela signifie qu’il restera plus de 100 survivants de C. difficile, qui peuvent facilement repeupler les surfaces et infecter les gens.

    Le Dr J. Boyce, MD (2016) a démontré qu’un autre produit de lumière UV-C atteint une plage de réduction log de 2,0 à 4,0 pour C. difficile, après qu’un fabricant a recommandé un traitement de quinze (15) min sur une surface inoculée à un angle de zéro (0) degré par rapport à la lumière et à seulement quatre (4) pieds de la source lumineuse (Boyce, JM, 2016).

    Lors du calcul de la réduction de 2.0 – 4.0 log, si la surface est contaminée par 1 000 000 de spores, cela signifie qu’il restera entre 100 et 10 000 survivants de C. difficile.

    Évidemment, aucun des exemples ci-dessus ne réalise la désinfection, la décontamination ou la stérilisation.

TECHNOLOGIE DE LA LAMPE UV-C

Technologie de lampe à induction

Avantages de la technologie d'induction magnétique

  • Lampe à quartz fabriquée au Japon
  • Lampe longue durée > 50 000 heures.
  • Coût d’entretien nul
  • Spectre parfait de 254 nm
    185 nm pour obtenir une sortie d’ozone
  • Convient aux grands espaces
  • Appareil mobile et facile à utiliser
  • Température de fonctionnement de -20˚C à +100˚C
  • Capacité de travailler sous l’eau à 50 cm. profondeur

Technologie de lampe à LED

Avec le développement de meilleures puces et de composants, la technologie LED UV-C progresse continuellement. Néanmoins, comme c’était le cas pour l’éclairage à LED il y a quelques années, aujourd’hui les LED UV-A, UV-B et UV-C ne sont pas encore aussi puissantes que les tubes linéaires ou ceux à technologie à induction. Cependant, il existe de nombreuses applications dans lesquelles les LED UV-C à courte distance sont très fiables. De plus, les LED UV-C peuvent générer un spectre UV-C plus précis que les lampes linéaires et à induction. Les LED UV-C fonctionnent généralement à 260 – 280 nm.

Actuellement, les dispositifs LED UV-C à la pointe de la technologie, tels que les unités de désinfection des mains courantes pour les escaliers mécaniques, les systèmes de détection de contrefaçon, les stérilisateurs d’équipements à faible consommation, et les méthodes portables de durcissement et de revêtement offrent d’excellentes possibilités d’application aux utilisateurs. Initialement utilisée dans l’industrie de l’imprimerie, la LED UV-C est présentement utilisée dans une grande variété de domaines : médical, automobile, sécurité, électronique et autres.

Dispositif de désinfection LED UV-C pour main courante d’escalier électrique

Applications de lumière UV-C

Eau

Purification des plantes aquatiques
Puits et citernes d’eau
Ménages sous éviers
Machines à glace
Distributeurs d’eau
Eau de lessive
Écoles, restaurants, aéroports et hôtels
Aquarium, écloseries et pépinières
Piscines et bains à remous
Fermes, ranchs et parcs à roulottes
Bateaux et véhicules récréatifs

Industrie alimentaire

Agro-alimentaire (transformation, entreposage, manutention, service de production, bars à salades, buffets, boulangeries, restaurants), viande, volaille, laiterie-usines agricoles
Installations d’embouteillage
Boissons gazeuses et aux fruits et jus de fruits
Brasserie & cave

a

Secteur médical

Laboratoires, hôpitaux et cliniques
Production pharmaceutique
Laboratoires de pathologie, dialyse rénale
Agriculture (élevage)

Secteur industriel

Cosmétique et production électronique
Usines métalliques et mécaniques
Industrie des biotechnologies (laboratoires de recherche, laboratoires de biotechnologie, stérilisation des équipements)
Désinfection des transports publics et privés [bus, véhicules, trains, métros, camions] et aériens [cabines d’avions, aéroports]
Chambres propres
Toilettes publiques
Impression
Unités personnelles de désinfection UV-C
Systèmes HAVC (commercial, industriel, médical et résidentiel)
Stations d’épuration
Désinfection de l’argent des banques
Remise en état des lacs et étangs

Caractéristiques et avantages de la lumière UV-C

  • Écologique, pas de produits chimiques dangereux ou toxiques dans l’air ou l’eau
  • Longueur d’onde germicide efficace
  • Éradication efficace de la plupart des spores
  • Grande capacité de production d’UV-C
  • Hautement compatible avec d’autres procédés de traitement
  • Rentable : faibles coûts d’investissement initiaux et coûts d’exploitation réduits
  • Capacités de conception flexibles pour le développement de systèmes de lampes personnalisés
  • Équipement avec une large plage de température de fonctionnement

ANNEXE A : Tableaux

Tableau 1.0 Doses UV pour plusieurs réductions logarithmiques pour diverses spores

Spore Type de lampe Dose UV (Fluence) (mJ/cm2<) pour une réduction Log donnée sans photo-réactivation Référence
1 2 3 4 5 6 7
Bacillus subtilis ATCC6633 N/A 36 48.6 61 78 Chang et al. 1985
Bacillus subtilis ATCC6633 LP 24 35 47 79 Mamane-Gravetz and Linden 2004
Bacillus subtilis ATCC6633 LP 22 38 >50 Sommer et al. 1998
Bacillus subtilis ATCC6633 LP 20 39 60 81 Sommer et al. 1999
Bacillus subtilis WN626 LP 0.4 0.9 1.3 2 Marshall et al., 2003

Tableau 2.0 Doses UV pour plusieurs réductions logarithmiques pour diverses bactéries

Bactérie Type de lampe Dose UV (Fluence) (mJ/cm2) pour une réduction Log donnée sans photo-réactivation Référence
1 2 3 4 5 6 7
Aeromonas hydrophila ATCC7966 LP 1.1 2.6 3.9 5 6.7 8.6 Wilson et al. 1992
Aeromonas salmonicida LP 1.5 2.7 3.1 5.9 Liltved and Landfald 1996
Campylobacter jejuni ATCC 43429 LP 1.6 3.4 4 4.6 5.9 Wilson et al. 1992
Citrobacter diversus LP 5 7 9 11.5 13 Giese and Darby 2000
Citrobacter freundii LP 5 9 13 Giese and Darby 2000
Escherichia coli ATCC 11229 N/A 2.5 3 3.5 5 10 15 Harris et al. 1987
Escherichia coli ATCC 11229 N/A 3 4.8 6.7 8.4 10.5 Chang et al. 1985
Escherichia coli ATCC 11229 LP <5 5.5 6.5 7.7 10 Zimmer et al. 2002
Escherichia coli ATCC 11229 MP <3 <3 <3 <3 8 Zimmer et al. 2002
Escherichia coli ATCC 11229 LP 7 8 9 11 12 Hoyer 1998
Escherichia coli ATCC 11229 LP 3.5 4.7 5.5 6.5 7.5 9.6 Sommer et al. 2000
Escherichia coli ATCC 11229 LP 6 6.5 7 8 9 10 Sommer et al. 1998
Escherichia coli ATCC 11303 LP 4 6 9 10 13 15 19 Wu et al. 2005
Escherichia coli ATCC 25922 LP 6 6.5 7 8 9 10 Sommer et al. 1998
Escherichia coli C LP 2 3 4 5.6 6.5 8 10.7 Otaki et al. 2003
Escherichia coli O157:H7 LP 1.5 3 4.5 6 Tosa and Hirata 1999
Escherichia coli O157:H7 LP <2 <2 2.5 4 8 17 Yaun et al. 2003
Escherichia coli O157:H7 CCUG 29193 LP 3.5 4.7 5.5 7 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O157:H7 CCUG 29197 LP 2.5 3 4.6 5 5.5 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O157:H7 CCUG 29199 LP 0.4 0.7 1 1.1 1.3 1.4 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O157:H7 ATCC 43894 LP 1.5 2.8 4.1 5.6 6.8 Wilson et al. 1992
Escherichia coli O25:K98:NM LP 5 7.5 9 10 11.5 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O26 LP 5.4 8 10.5 12.8 Tosa and Hirata 1999
Escherichia coli O50:H7 LP 2.5 3 3.5 4.5 5 6 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O78:H11 LP 4 5 5.5 6 7 Sommer et al. 2000
Escherichia coli K-12 IFO3301 LP&MP 2 4 6 7 8.5 Oguma et al. 2002
Escherichia coli K-12 IFO3301 LP&MP 2.2 4.4 6.7 8.9 11.0 Oguma et al. 2004
Escherichia coli K-12 IFO3301 LP 1.5 2 3.5 4.2 5.5 6.2 Otaki et al. 2003
Escherichia coli Wild type LP 4.4 6.2 7.3 8.1 9.2 Sommer et al. 1998

Tableau 3.0 Doses UV pour plusieurs réductions logarithmiques pour divers protozoaires

protozoaire Type de lampe Dose UV (Fluence) (mJ/cm2) pour une réduction Log donnée sans photo-réactivation Référence
1 2 3 4 5 6 7
Cryptosporidium hominis LP & MP 3 5.8 Johnson et al. 2005
Cryptosporidium parvum, oocysts, tissue culture assay N/A 1.3 2.3 3.2 Shin et al. 2000
Cryptosporidium parvum LP & MP 2.4 <5 5.2 9.5 Craik et al. 2001
Cryptosporidium parvum MP <5 <5 <5 ~6 Amoah et al. 2005
Cryptosporidium parvum MP <10 <10 <10 Belosevic et al. 2001
Cryptosporidium parvum LP 1 2 <5 Shin et al. 2001
Cryptosporidium parvum MP 1 2 2.9 4 Bukhari et al. 2004
Cryptosporidium parvum LP <2 <2 <2 <4 <10 Clancy et al. 2004
Cryptosporidium parvum MP <3 <3 3-9 <11 Clancy et al. 2000
Cryptosporidium parvum LP <3 <3 3-6 <16 Clancy et al. 2000
Cryptosporidium parvum LP 0.5 1 1.4 2.2 Morita et al. 2002
Cryptosporidium parvum LP 2 <3 <3 Zimmer et al. 2003
Cryptosporidium parvum MP <1 <1 <1 Zimmer et al. 2003
Encephalitozoon cuniculi, microsporidia LP 4 9 13 Marshall et al. 2003
Encephalitozoon hellem, microsporidia LP 8 12 18 Marshall et al. 2003
Encephalitozoon intestinalis, microsporidia LP & MP <3 3 <6 6 Huffman et al. 2002
Encephalitozoon intestinalis, microsporidia LP 3 5 6 Marshall et al. 2003
Giardia lamblia, gerbil infectivity assay LP <0.5 <0.5 <0.5 <1 Linden et al. 2002b
Giardia lamblia LP <10 ~10 <20 Campbell et al. 2002
Giardia lamblia LP <2 <2 <4 Mofidi et al. 2002
Giardia lamblia,excystation assay N/A > 63 Rice and Hoff 1981
Giardia lamblia, excystation assay N/A 40 180 Karanis et al. 1992
Giardia muris, excystation assay N/A 77 110 Carlson et al. 1985
G. muris, cysts, mouse infectivity assay N/A <2 <6 10 + tailing Craik et al. 2000
Giardia muris MP 1 4.5 28 + tailing Craik et al. 2000
Giardia muris MP <10 <10 <25 ~60 Belosevic et al. 2001
Giardia muris LP <1.9 <1.9 ~2 ~2.3 Hayes et al. 2003
Giardia muris LP <2 <2 <4 Mofidi et al. 2002
G. muris, cysts MP <5 <5 5 Amoah et al. 2005

Tableau 4.0 Doses UV pour plusieurs réductions logarithmiques pour divers virus

Virus Hôte Type de lampe Dose UV (fluence) (mJ/cm2) par réduction log Référence
1 2 3 4 5 6
PRD-1 (Phage) S. typhimurium Lt2 N/A 9.9 17.2 23.5 30.1 Meng and Gerba 1996
B40-8 (Phage) B. Fragilis LP 11 17 23 29 35 41 Sommer et al. 2001
B40-8 (Phage) B. fragilis HSP-40 LP 12 18 23 28 Sommer et al 1998
MS2 (Phage) Salmonella typhimurium WG49 N/A 16.3 35 57 83 114 152 Nieuwstad and Havelaar 1994
Virus Hôte Type de lampe Dose UV (fluence) (mJ/cm2) par réduction log Référence
1 2 3 4 5 6
MS2 DSM 5694 (Phage) E. coli NCIB 9481 N/A 4 16 38 68 110 Wiedenmann et al. 1993
MS2 ATCC 15977-B1 (Phage) E. coli ATCC 15977–B1 LP 15.9 34 52 71 90 109 Wilson et al. 1992
MS2 NCIMB 10108 (Phage) Salmonella typhimurium WG49 N/A 12.1 30.1 Tree et al. 1997
MS2 (Phage) E. coli K-12 Hfr LP 21 36 Sommer et al. 1998
MS2 (Phage) E. coli CR63 N/A 16.9 33.8 Rauth 1965
MS2 (Phage) E. coli 15977 N/A 13.4 28.6 44.8 61.9 80.1 Meng and Gerba 1996
MS2 (Phage) E. coli C3000 N/A 35 Battigelli et al. 1993
MS2 (Phage) E. coli ATCC 15597 N/A 19 40 61 Oppenheimer et al. 1993
MS2 (Phage) E. coli C3000 LP 20 42 69 92 Batch et al. 2004
MS2 (Phage) E. coli ATCC 15597 LP 20 42 70 98 133 Lazarova and Savoye 2004
MS2 (Phage) E. coli ATCC 15977 LP 20 50 85 120 Thurston-Enriquez et al., 2003
MS2 (Phage) E. coli HS(pFamp)R LP 45 75 100 125 155 Thompson et al. 2003
MS2 (Phage) E. coli C3000 LP 20 42 68 90 Linden et al. 2002a
MS2 (Phage) E. coli K-12 LP 18.5 36 55 Sommer et al. 2001
MS2 (Phage) E. coli NCIMB 9481 N/A 14 Tree et al. 2005
PHI X 174 (Phage) E. coli WG5 LP 2.2 5.3 7.3 10.5 Sommer et al. 1998
PHI X 174 (Phage) E. coli C3000 N/A 2.1 4.2 6.4 8.5 10.6 12.7 Battigelli et al. 1993
PHI X 174 (Phage) E. coli ATCC15597 N/A 4 8 12 Oppenheimer et al. 1993
PHI X 174 (Phage) E. coli WG 5 LP 3 5 7.5 10 12.5 15 Sommer et al. 2001
PHI X 174 (Phage) E. coli ATCC 13706 LP 2 3.5 5 7 Giese and Darby 2000
Staphylococcus aureus phage A 994 (Phage) Staphylococcus aureus 994 LP 8 17 25 36 47 Sommer et al. 1989
Calicivirus canine MDCK cell line LP 7 15 22 30 36 Husman et al. 2004
Calicivirus feline CRFK cell line LP 7 16 25 Husman et al. 2004
Calicivirus feline CRFK cell line N/A 4 9 14 Tree et al. 2005
Calicivirus feline CRFK cell line LP 5 15 23 30 39 Thurston-Enriquez et al. 2003
Adenovirus type 2 A549 cell line LP 20 45 80 110 Shin et al. 2005
Adenovirus type 2 Human lung cell line LP 35 55 75 100 Ballester and Malley 2004
Adenovirus type 2 PLC / PRF / 5 cell line LP 40 78 119 160 195 235 Gerba et al. 2002
Adenovirus type 15 A549 cell line (ATCC CCL-185) LP 40 80 122 165 210 Thompson et al. 2003
Adenovirus type 40 PLC / PRF / 5 cell line LP 55 105 155 Thurston-Enriquez et al. 2003
Adenovirus type 40 PLC / PRF / 5 cell line LP 30 ND ND 124 Meng and Gerba 1996
Adenovirus type 41 PLC / PRF / 5 cell line LP 23.6 ND ND 111.8 Meng and Gerba 1996
Poliovirus Type 1 ATCC Mahoney N/A N/A 6 14 23 30 Harris et al. 1987
Poliovirus Type 1 LSc2ab () MA104 cell N/A 5.6 11 16.5 21.5 Chang et al. 1985
Poliovirus Type 1 LSc2ab BGM cell LP 5.7 11 17.6 23.3 32 41 Wilson et al. 1992
Poliovirus 1 BGM cell line N/A 5 11 18 27 Tree et al. 2005
Poliovirus 1 CaCo2 cell-line (ATCC HTB37) LP 7 17 28 37 Thompson et al. 2003
Poliovirus 1 BGM cell line LP 8 15.5 23 31 Gerba et al. 2002
Poliovirus Type Mahoney Monkey kidney cell line Vero LP 3 7 14 40 Sommer et al. 1989
Coxsackievirus B5 Buffalo Green Monkey cell line N/A 6.9 13.7 20.6 Battigelli et al. 1993
Coxsackievirus B3 BGM cell line LP 8 16 24.5 32.5 Gerba et al. 2002
Coxsackievirus B5 BGM cell line LP 9.5 18 27 36 Gerba et al. 2002
Reovirus-3 Mouse L-60 N/A 11.2 22.4 Rauth 1965
Reovirus Type 1 Lang strain N/A N/A 16 36 Harris et al. 1987
Rotavirus SA-11 Monkey kidney cell line MA 104 LP 8 15 27 38 Sommer et al. 1989
Rotavirus SA-11 MA-104 cell line N/A 7.6 15.3 23 Battigelli et al. 1993
Rotavirus SA-11 MA-104 cell line N/A 7.1 14.8 25 Chang et al. 1985
Rotavirus SA-11 MA-104 cell line LP 9.1 19 26 36 48 Wilson et al. 1992
Rotavirus MA104 cells LP 20 80 140 200 Caballero et al. 2004
Hepatitis A HM175 FRhK-4 cell LP 5.1 13.7 22 29.6 Wilson et al. 1992
Hepatitis A HAV/HFS/GBM N/A 5.5 9.8 15 21 Wiedenmann et al. 1993
Hepatitis A HM175 FRhK-4 cell N/A 4.1 8.2 12.3 16.4 Battigelli et al. 1993
Echovirus I BGM cell line LP 8 16.5 25 33 Gerba et al. 2002
Echovirus II BGM cell line LP 7 14 20.5 28 Gerba et al. 2002

ANNEXE B : Contexte de la désinfection UV-C

1845 – Il est devenu connu que les micro-organismes réagissent à la lumière.

1855 – Arloing et Daclaux ont démontré que la lumière du soleil tuait Bacillus anthracis et Tyrothrix scaber.

1877 – Downes et Blunt ont signalé que les bactéries étaient inactivées par la lumière du soleil, le spectre bleu-violet étant le plus efficace. L’exposition des tubes à essai contenant la solution de Pasteur à la lumière du soleil a empêché la croissance de micro-organismes à l’intérieur du tube et, après des durées d’exposition accrues, les tubes à essai sont restés exempts de bactéries pendant plusieurs mois.

Ces premières investigations ont mis en évidence des facteurs clés qui influencent l’irradiation germicide ultraviolette (UVGI) :

  • L’inactivation d’une fraction donnée d’organismes dépend de la dose de rayonnement reçue.
  • La dose est le produit de l’intensité et de la durée d’exposition.
  • L’inactivation dépend également de la longueur d’onde du rayonnement reçu.

1889 – Widmark a confirmé que les rayons UV-C des lampes à arc étaient responsables de l’inactivation de micro-organismes.

1890 – Koch a prouvé l’effet mortel de la lumière du soleil sur la tuberculose, ce qui a été un indicateur précoce de l’utilisation moderne des UV-C pour lutter contre les bactéries de cette maladie.

1892 – Geisler a utilisé un prisme et un héliostat pour démontrer que la lumière du soleil et les lampes à arc électrique sont mortelles pour Bacillus Typhosus.

1903 – Niels Ryberg Finsen (1860-1904) a reçu le prix Nobel de médecine, après avoir été le premier à utiliser les rayons UV-C pour traiter les maladies. Il a inventé la lampe curative Finsen, qui a été utilisée avec succès jusque dans les années 1950.

1903 – Banard et Morgan ont déterminé que le spectre UV-C compris entre 226 et 328 nm est biocide.

1908 – Les UV-C ont été utilisés pour désinfecter l’approvisionnement en eau de la ville de Marseille, France.

1930s – Westinghouse a développé les premières lampes germicides UV-C commerciales. Elles étaient principalement utilisées dans les hôpitaux.

1932 – Ehris et Noethling ont isolé le spectre biocide à 253,7 nm.

1933 – 1935 – William F. Wells a montré que les organismes dans les gouttelettes expectorées pouvaient être tués dans l’air avec les UV-C.

1937 – 1941 – Wells a montré que l’irradiation UV germicide dans la partie supérieure de la pièce empêchait la propagation de la rougeole dans les écoles publiques. Cependant, il a été difficile de reproduire ces résultats.

Après la Seconde Guerre mondiale – les UV-C ont été utilisés pour stériliser l’air dans les hôpitaux, les cuisines, les usines de stockage et de transformation de viande, les boulangeries, les brasseries, les laiteries, la production de boissons, les usines pharmaceutiques et les laboratoires animaliers ; partout où la contamination microbiologique était une préoccupation.

1950s – Les UV-C ont été incorporés dans les équipements de traitement de l’air. Ils sont devenus un élément important pour le contrôle et l’éradication de la tuberculose (TB) après que Riley ait prouvé son efficacité en 1957.

1960s – Les inquiétudes concernant les microbes ont diminué avec l’introduction et la croissante disponibilité de nouveaux médicaments et de produits de nettoyage stérilisants.

1970s – La crise énergétique pendant cette décennie a suscité l’enthousiasme pour la conservation. Pour économiser de l’énergie, les systèmes de chauffage, de ventilation et de climatisation (CVC) ont été arrêtés lorsqu’ils n’étaient pas utilisés. La condensation précédemment évaporée par l’air en mouvement constant, maintenant s’accumulait sur les serpentins et dans le bac de récupération. Moisissures et autres micro-organismes se sont multipliés dans cet environnement sombre et humide. Lorsque les systèmes ont été redémarrés, des contaminants microbiens ont circulé dans tout le bâtiment.

1994 – Le CDC a reconnu l’efficacité des UV-C pour le contrôle de la tuberculose.

1999 –  L’OMS a recommandé l’UVGI pour la lutte contre la tuberculose.

2014 – Les UV-C ont été utilisés dans le cadre de la procédure de nettoyage final au sein de l’Unité de Confinement Biologique du Nebraska une fois que les patients qui avaient souffert d’Ebola sont sortis de l’hôpital.

2020 – La lumière UV-C a été recommandée pour la désinfection des masques N95 et d’autres EPI pendant la pandémie de SARS-CoV-2.

Les récents progrès technologiques ont permis à la technologie de désinfection UV-C d’être implémentée dans une gamme d’applications en constante expansion.

Grâce à leurs partenariats stratégiques avec les principaux fabricants, les fournisseurs de technologie UV-C sont idéalement placés pour fournir à leurs clients le meilleurs produits germicides UV-C pour répondre à leurs besoins spécifiques.

ANNEXE C : Références

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