DESCRIPCIÓN GENERAL DE UV-C

¿Qué es la luz ultravioleta?

Este tipo de luz es emitida naturalmente por el sol, pero también puede ser generada artificialmente mediante lámparas y artefactos de iluminación. Dentro del espectro de luz solar, la luz con longitud de onda de 100 a 400 nanómetros (nm) es llamada luz ultravioleta. Esta puede ser dividida en UV-A (315 a 400 nm), UV-B (280 a 315 nm), y UV-C (200 a 280 nm). A diferencia de los productos de tubo de luz fluorescente comunes, con los cuales podemos confirmar visualmente el brillo de la luz, evaluar la intensidad de la luz emitida por una lámpara UV resulta más complicado, ya que los rayos UV son invisibles a simple vista.  

Durante décadas, la comunidad científica ha conocido la capacidad de desinfección de las longitudes de onda de la luz ultravioleta (UV).

Como se ha mencionado anteriormente, el rango de las longitudes de onda UV está entre los 100 y 400 nm y comprende varios espectros distintos. Los rayos UV-A y UV-B tienen un rango superior a los 300 nm, el cual no permite inactivar los patógenos, por lo que son descartados para las aplicaciones de desinfección. En cambio, la luz UV-C está entre los 200 y 280 nm (pico entre 250-275 nm) y tiene la capacidad para matar patógenos. También conocido como luz germicida, este rango UV incluye la luz UV-C lejana y la luz UV-C. La luz UV-C lejana (rango de 207 a 222 nm), está actualmente siendo probada para garantizar su seguridad para la piel y ojos.

Cómo funciona UV-C

Conforme al rápido desarrollo de las aplicaciones de UV-C con fines de desinfección, aumenta la necesidad de cuantificar y determinar si una lámpara o instalación de UV-C puede lograr los resultados deseados.

Varios estudios han demostrado que el ADN (ácido desoxirribonucleico) y el ARN (ácido ribonucleico) absorben la radiación ultravioleta con mayor facilidad en longitudes de onda entre 254 y 275 nanómetros. Dado que la UV-C se encuentra dentro de este rango, la tecnología con UV-C es capaz de penetrar la membrana celular y núcleo de los patógenos.

Cuando el ADN y el ARN de un patógeno son expuestos a la radiación UV-C, se produce un cambio químico en los ácidos nucleicos, lo cual da como resultado una corrupción en el código genético. Durante este proceso, llamado dimerización, la radiación UV-C inactiva el patógeno al impedirle regenerarse o replicarse, o al causar la muerte de la célula.

Debido a esta capacidad, la luz UV-C también es conocida como luz UV germicida, y se ha demostrado que neutraliza satisfactoriamente el efecto de gran variedad de patógenos, como propágulos bacterianos, esporas, virus, hongos, etc.

Por qué elegir un desinfectante UV

La Sociedad de Ingenieros en Iluminación (Illuminating Engineering Society, o IES) ha publicado un nuevo informe sobre el ultravioleta germicida (GUV) y cómo podría reducir la propagación del COVID19. Con el equipo adecuado, los rayos UV germicidas se pueden utilizar de manera segura y exitosa para desinfectar el aire en espacios ocupados, como salas de espera en hospitales, unidades de cuidados intensivos y quirófanos, así como en clínicas, oficinas, instalaciones de fabricación y transporte, escuelas, casas, etc.

En entornos de acceso controlado desocupados, los rayos UV-C se pueden utilizar como medida complementaria para desinfectar las superficies del recinto y así reducir la propagación de infecciones asociadas con la atención médica. La luz UV-C germicida también es utilizada hoy en día para la desinfección de ciertos tipos equipo de protección personal (EPP) para su reutilización limitada durante la pandemia.

AMTEK le ayuda a respirar de forma más segura en un entorno más saludable

Cómo se mide la UV-C

    • Irradiancia

La irradiancia es el flujo de energía radiante por unidad de área (normal en cuanto a la dirección del flujo de energía radiante a través de un medio).

Medir la irradiancia es una manera de determinar la cantidad total (“cantidad” se refiere a la densidad lumínica de la radiación incidente en un área de superficie determinada) de energía UV-C que irradia una superficie a una distancia determinada. Esta medida puede utilizarse para evaluar tanto la eficacia como la seguridad de un dispositivo.

La irradiancia se expresa en microvatios por centímetro cuadrado por distancia (μW • s / cm2 • distancia).

La relación entre la irradiancia y la distancia fuente – superficie se puede expresar mediante la ley del cuadrado inverso, en la que la intensidad máxima de irradiancia en una superficie disminuye exponencialmente con la distancia.

 

El valor real requeriría tener en cuenta el ángulo de visión, el patrón de radiación, el área de interés sobre la superficie, y otros factores externos, como la posible reflexión luminosa proveniente del entorno.

 

Mapa de IRRADIANCIA con lampara UV-C de 250 Watts

Fluencia

La fluencia es otra forma de medir cuánta energía UV-C en total ha irradiado una superficie durante un lapso de tiempo determinado. Ocasionalmente también se le llama dosis de UV-C o la dosis de exposición UV-C.

Un componente clave de una desinfección UV-C exitosa es asegurar que el patógeno esté expuesto a la fluencia correcta de luz (dosis de UV-C) para que la radiación UV-C pueda ser absorbida a través de su membrana. De hecho, este es el paso más importante en el diseño de sistemas UV-C, ya que la fluencia es el principal determinante para una inactivación de patógenos exitosa. Diferentes patógenos requerirán diferentes dosis de luz UV-C para ser eliminados o inactivados.

La fluencia se expresa en milijulios por cm2 (mJ/cm2) y es la dosis de exposición a la energía UV-C requerida para neutralizar un patógeno determinado. Calculada para la desinfección del agua, la superficie y el aire, la fórmula es:

        Irradiancia UV-C (μW/cm2) × tiempo de exposición (segundos)

El valor de la fluencia se puede aumentar mediante:

  • Aumentar la potencia generada por la fuente de luz UV-C
  • Aumentar el tiempo de exposición a la fuente de luz UV-C
  • Disminuyendo la distancia entre la fuente de luz UV-C y el objeto que se quiere desinfectar

Mapa de FLUENCIA con lampara UV-C de 250 Watts con 10 minutos

  • ¿Qué fluencia se requiere?

    Esto depende de los siguientes factores:

    – Tipo de patógenos a tratar

    – Nivel de desinfección-Reducción de registros

    – Longitud (s) de onda UV entregadas

    – Tiempo

    El grado de inactivación por radiación ultravioleta está directamente relacionado con la dosis de Fluence UV aplicada. La dosis de UV es el producto de la irradiancia UV [I] (expresada como energía por unidad de superficie) y el tiempo de exposición [T]. Por tanto: DOSIS = I x T.

    La dosis de UV-C requerida depende de la tarea y la situación.

  • Reducción log

Es esencial comprender qué es la reducción logarítmica (log) y por qué es importante para el proceso de desinfección de superficies. Los científicos, ingenieros y otros profesionales, quienes son responsables, a veces incluso legalmente, de prevenir enfermedades y contaminación por patógenos, utilizan la reducción log para evaluar el nivel eliminación de la carga biológica microbial.

El término log es la abreviatura de logaritmo, un término matemático para una potencia a la cual un número puede ser elevado. Por ejemplo, usando 10 como el número elegido, un aumento de log 2 puede expresarse como 102 o 10 x 10.

Una vez obtenido el valor log, la reducción de microorganismos es calculada utilizando una escala logarítmica como la gráfica mostrada a continuación
.

En esta tabla se muestra un ejemplo de los valores de reducción log utilizando un punto de partida de un (1) millón de bacterias o 1,000,000 de UFC en una superficie (por ejemplo, debajo de los rieles de la cama en un hospital), como se describe a continuación:

NOTA: La dosis de exposición a UV-C necesaria para cada nivel de reducción se muestra en el Apéndice A (Tablas) junto con la referencia publicada en el Apéndice C (Referencias), de donde provienen los datos.

¿Por qué es importante la reducción log?

Las superficies dentro de los hospitales pueden estar contaminadas con organismos patógenos, y lograr una reducción igual o inferior a 6.0 log significa que probablemente quedarán suficientes células de los virus, bacterias, hongos y esporas de Clostridium difficile (C. diff.), las cuales pueden proliferar y repoblar las superficies ya tratadas.

Fuentes documentadas indican que los patógenos pueden propagarse, contaminar a los pacientes, y/o desarrollar nuevas colonias de bacterias y hongos en nuevas superficies (Koganti, S. y Donskey, C., 2016).

El número de microbios sobrevivientes es muy importante, ya que pueden aumentar sus poblaciones exponencialmente en poco tiempo. Por ejemplo, Staphylococcus aureus (S. aureus), en condiciones ideales, duplica el tamaño de su colonia en 24-30 minutos (Generation Time, G). Esto significa que 1,000 (o 103 o log 3) microbios aumentarán a 2,000 después de 30 minutos, 60 minutos más tarde habrán aumentado a 4,000, y después de dos horas a 16,000. Pasadas 5 horas o más habrán aumentado a más de un millón (1,024,000) si el entorno de cultivo es óptimo.

Ejemplos de reducción logarítmica de esporas  de Clostridium difficile (C. diff)

Cadnum y Donskey (2016) demostraron que un producto UV-C lograba una reducción baja de alrededor de 3.3 log en una superficie inoculada a cuatro (4) pies de distancia de la fuente de luz y después de 40 minutos de exposición. En este caso se experimentó solo sobre superficies expuestas a la radiación de manera favorable (es decir, orientadas hacia la fuente de luz y a 4 pies o menos de distancia) (Cadnum, JL, Donskey, C., 2016).

Al calcular una reducción de 3.3 log, si la superficie está contaminada con 1,000,000 de esporas, significa que quedarán más de 100 sobrevivientes de C. difficile capaces de repoblar superficies e infectar a la gente.

El Dr. J. Boyce, MD (2016) demostró que otro producto de luz UV-C logra un rango de reducción logarítmica de 2.0 – 4.0 para C. difficile, después de que un fabricante recomendara un tratamiento de quince (15) minutos, en una superficie inoculada acomodada a un ángulo de cero (0) grados con la luz, y a solo cuatro (4) pies de la fuente de luz (Boyce, JM, 2016).

Al calcular una reducción logarítmica de 2.0 a 4.0, si la superficie está contaminada con 1,000,000 de esporas, significa que quedarán entre 100 y 10,000 sobrevivientes de C. difficile.

Evidentemente, ninguno de estos ejemplos logra la desinfección, descontaminación ni esterilización.

TECNOLOGÍA DE LÁMPARA UV-C

Tecnología de lámpara de inducción

Ventajas de la tecnología de inducción magnética

  • Lámpara de cuarzo fabricada en Japón.
  • Lámpara de larga duración> 50.000 hrs.
  • Costo de mantenimiento cero
  • Espectro perfecto de 254 nm
  • 185 nm para obtener salida de ozono
  • Apto para grandes espacios
  • Dispositivo móvil y fácil de usar
  • Temperatura de trabajo de -20˚C a + 100˚C
  • Capacidad de trabajar bajo el agua a 50 cm. profundidad

Tecnología de lámpara LED

Con el desarrollo de mejores chips y componentes, la tecnología LED UV-C evoluciona continuamente. Sin embargo, como era el caso de la iluminación LED hace unos años, hoy en día los LED UV-A, UV-B, UV-C no tienen la alta potencia que proporcionan los tubos lineales y de tecnología de inducción. En todo caso, hay muchas aplicaciones en las que los LED UV-C a corta distancia son muy fiables. Asimismo, los LED UV-C pueden generar un espectro UV-C más preciso que las lámparas lineales y de inducción. Los LED UV-C generalmente funcionan en un rango de 260 a 280 nm.

En la actualidad, los dispositivos LED UV-C tecnológicamente avanzados, como las unidades de desinfección de pasamanos para escaleras eléctricas, los sistemas de detección de falsificaciones, los esterilizadores de equipos de baja potencia y los métodos portátiles de curado y recubrimiento, ofrecen excelentes posibilidades de aplicación a los usuarios. Inicialmente utilizado en la industria de la impresión, el LED UV-C se utiliza hoy en día en una gran variedad de campos: médico, automotriz, de seguridad, electrónico y otros.

Dispositivo de desinfección LED UV-C para pasamanos de escaleras eléctricas

Aplicaciones de luz UV-C

Agua

Purificación de plantas de agua
Pozos de agua y cisternas de agua
Hogares bajo instalaciones de fregadero
Máquinas para hacer hielo
Máquinas expendedoras de agua
Agua de lavandería
Escuelas, restaurantes, aeropuertos y hoteles
Acuarios, criaderos y viveros
Piscinas y jacuzzis
Granjas, ranchos y parques de casas rodantes
Barcos y vehículos recreativos

Procesamiento de alimentos

Procesamiento de alimentos (procesamiento, almacenamiento, manipulación, departamento de producción, barras de ensaladas, buffets, panaderías, restaurantes), carnes, aves, lácteos – plantas agrícolas
Instalaciones de embotellado
Refrescos, frutas y jugos
Cervecería y bodega

a

Médico

Laboratorios, hospitales y clínicas
Producción farmacéutica
Laboratorios de patología, diálisis renal
Agricultura (ganadería)

Industrias

Cosmética y producción electrónica
Plantas metalmecánicas
Industria biotecnológica (laboratorios de investigación, laboratorios de biotecnología, esterilización de equipos)
Desinfección del transporte público y privado terrestre [autobuses, vehículos, trenes, subterráneos, camiones] y aéreo [cabinas de aviones, aeropuertos]
Habitaciones limpias
Baños públicos
Impresión
Unidades de desinfección personal UV-C
Sistemas HAVC (comercial, industrial, sanitario y residencial)
Plantas de tratamiento de agua
Desinfección de dinero de los bancos
Recuperación de lagos y estanques

Características y beneficios de la luz UV-C

  • Ecológica, sin productos químicos peligrosos o tóxicos sobre las superficies, en el aire o el agua
  • Longitud de onda germicida eficaz
  • Erradicación eficaz de la mayoría de las esporas
  • Gran capacidad de producción de UV-C
  • Altamente compatible con otros procesos de tratamiento
  • Económica: Costo de capital inicial bajo y costos operativos reducidos
  • Capacidades de diseño flexible para el desarrollo de sistemas de lámparas personalizados
  • Equipo con amplio rango temperatura de funcionamiento
  •  

APÉNDICE A: Tablas

Tabla 1. Dosis de UV para múltiples reducciones logarítmicas de varias esporas

Espora Tipo de lámpara Dosis de UV (fluencia) (mJ / cm2) para una reducción logarítmica determinada sin fotorreactivación Referencia
1 2 3 4 5 6 7
Bacillus subtilis ATCC6633 N/A 36 48.6 61 78 Chang et al. 1985
Bacillus subtilis ATCC6633 LP 24 35 47 79 Mamane-Gravetz and Linden 2004
Bacillus subtilis ATCC6633 LP 22 38 >50 Sommer et al. 1998
Bacillus subtilis ATCC6633 LP 20 39 60 81 Sommer et al. 1999
Bacillus subtilis WN626 LP 0.4 0.9 1.3 2 Marshall et al., 2003

Tabla 2. Dosis de UV para múltiples reducciones logarítmicas de diversas bacterias

Bacteria Tipo de lámpara Dosis UV (fluencia) (J / cm2) para una reducción logarítmica determinada sin foto reactivación Referencia
1 2 3 4 5 6 7
Aeromonas hydrophila ATCC7966 LP 1.1 2.6 3.9 5 6.7 8.6 Wilson et al. 1992
Aeromonas salmonicida LP 1.5 2.7 3.1 5.9 Liltved and Landfald 1996
Campylobacter jejuni ATCC 43429 LP 1.6 3.4 4 4.6 5.9 Wilson et al. 1992
Citrobacter diversus LP 5 7 9 11.5 13 Giese and Darby 2000
Citrobacter freundii LP 5 9 13 Giese and Darby 2000
Escherichia coli ATCC 11229 N/A 2.5 3 3.5 5 10 15 Harris et al. 1987
Escherichia coli ATCC 11229 N/A 3 4.8 6.7 8.4 10.5 Chang et al. 1985
Escherichia coli ATCC 11229 LP <5 5.5 6.5 7.7 10 Zimmer et al. 2002
Escherichia coli ATCC 11229 MP <3 <3 <3 <3 8 Zimmer et al. 2002
Escherichia coli ATCC 11229 LP 7 8 9 11 12 Hoyer 1998
Escherichia coli ATCC 11229 LP 3.5 4.7 5.5 6.5 7.5 9.6 Sommer et al. 2000
Escherichia coli ATCC 11229 LP 6 6.5 7 8 9 10 Sommer et al. 1998
Escherichia coli ATCC 11303 LP 4 6 9 10 13 15 19 Wu et al. 2005
Escherichia coli ATCC 25922 LP 6 6.5 7 8 9 10 Sommer et al. 1998
Escherichia coli C LP 2 3 4 5.6 6.5 8 10.7 Otaki et al. 2003
Escherichia coli O157:H7 LP 1.5 3 4.5 6 Tosa and Hirata 1999
Escherichia coli O157:H7 LP <2 <2 2.5 4 8 17 Yaun et al. 2003
Escherichia coli O157:H7 CCUG 29193 LP 3.5 4.7 5.5 7 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O157:H7 CCUG 29197 LP 2.5 3 4.6 5 5.5 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O157:H7 CCUG 29199 LP 0.4 0.7 1 1.1 1.3 1.4 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O157:H7 ATCC 43894 LP 1.5 2.8 4.1 5.6 6.8 Wilson et al. 1992
Escherichia coli O25:K98:NM LP 5 7.5 9 10 11.5 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O26 LP 5.4 8 10.5 12.8 Tosa and Hirata 1999
Escherichia coli O50:H7 LP 2.5 3 3.5 4.5 5 6 Sommer et al. 2000
Escherichia coli O78:H11 LP 4 5 5.5 6 7 Sommer et al. 2000
Escherichia coli K-12 IFO3301 LP&MP 2 4 6 7 8.5 Oguma et al. 2002
Escherichia coli K-12 IFO3301 LP&MP 2.2 4.4 6.7 8.9 11.0 Oguma et al. 2004
Escherichia coli K-12 IFO3301 LP 1.5 2 3.5 4.2 5.5 6.2 Otaki et al. 2003
Escherichia coli Wild type LP 4.4 6.2 7.3 8.1 9.2 Sommer et al. 1998

Tabla 3. Dosis de UV para múltiples reducciones logarítmicas de varios protozoos

Protozoario Tipo de Lampara Dosis de UV (fluencia) (mJ / cm2) para una reducción logarítmica determinada sin fotorreactivación Referencia
1 2 3 4 5 6 7
Cryptosporidium hominis LP & MP 3 5.8 Johnson et al. 2005
Cryptosporidium parvum, oocysts, tissue culture assay N/A 1.3 2.3 3.2 Shin et al. 2000
Cryptosporidium parvum LP & MP 2.4 <5 5.2 9.5 Craik et al. 2001
Cryptosporidium parvum MP <5 <5 <5 ~6 Amoah et al. 2005
Cryptosporidium parvum MP <10 <10 <10 Belosevic et al. 2001
Cryptosporidium parvum LP 1 2 <5 Shin et al. 2001
Cryptosporidium parvum MP 1 2 2.9 4 Bukhari et al. 2004
Cryptosporidium parvum LP <2 <2 <2 <4 <10 Clancy et al. 2004
Cryptosporidium parvum MP <3 <3 3-9 <11 Clancy et al. 2000
Cryptosporidium parvum LP <3 <3 3-6 <16 Clancy et al. 2000
Cryptosporidium parvum LP 0.5 1 1.4 2.2 Morita et al. 2002
Cryptosporidium parvum LP 2 <3 <3 Zimmer et al. 2003
Cryptosporidium parvum MP <1 <1 <1 Zimmer et al. 2003
Encephalitozoon cuniculi, microsporidia LP 4 9 13 Marshall et al. 2003
Encephalitozoon hellem, microsporidia LP 8 12 18 Marshall et al. 2003
Encephalitozoon intestinalis, microsporidia LP & MP <3 3 <6 6 Huffman et al. 2002
Encephalitozoon intestinalis, microsporidia LP 3 5 6 Marshall et al. 2003
Giardia lamblia, gerbil infectivity assay LP <0.5 <0.5 <0.5 <1 Linden et al. 2002b
Giardia lamblia LP <10 ~10 <20 Campbell et al. 2002
Giardia lamblia LP <2 <2 <4 Mofidi et al. 2002
Giardia lamblia,excystation assay N/A > 63 Rice and Hoff 1981
Giardia lamblia, excystation assay N/A 40 180 Karanis et al. 1992
Giardia muris, excystation assay N/A 77 110 Carlson et al. 1985
G. muris, cysts, mouse infectivity assay N/A <2 <6 10 + tailing Craik et al. 2000
Giardia muris MP 1 4.5 28 + tailing Craik et al. 2000
Giardia muris MP <10 <10 <25 ~60 Belosevic et al. 2001
Giardia muris LP <1.9 <1.9 ~2 ~2.3 Hayes et al. 2003
Giardia muris LP <2 <2 <4 Mofidi et al. 2002
G. muris, cysts MP <5 <5 5 Amoah et al. 2005

Table 4. UV Doses for Multiple Log Reductions for Various Viruses

Virus Host Lamp Type UV Dose (Fluence) (mJ/cm2) per Log Reduction Reference
1 2 3 4 5 6
PRD-1 (Phage) S. typhimurium Lt2 N/A 9.9 17.2 23.5 30.1 Meng and Gerba 1996
B40-8 (Phage) B. Fragilis LP 11 17 23 29 35 41 Sommer et al. 2001
B40-8 (Phage) B. fragilis HSP-40 LP 12 18 23 28 Sommer et al 1998
MS2 (Phage) Salmonella typhimurium WG49 N/A 16.3 35 57 83 114 152 Nieuwstad and Havelaar 1994
Virus Anfitrión Tipo de Lampara Dosis de UV (fluencia) (mJ / cm2) por reducción logarítmica Referencia
1 2 3 4 5 6
MS2 DSM 5694 (Phage) E. coli NCIB 9481 N/A 4 16 38 68 110 Wiedenmann et al. 1993
MS2 ATCC 15977-B1 (Phage) E. coli ATCC 15977–B1 LP 15.9 34 52 71 90 109 Wilson et al. 1992
MS2 NCIMB 10108 (Phage) Salmonella typhimurium WG49 N/A 12.1 30.1 Tree et al. 1997
MS2 (Phage) E. coli K-12 Hfr LP 21 36 Sommer et al. 1998
MS2 (Phage) E. coli CR63 N/A 16.9 33.8 Rauth 1965
MS2 (Phage) E. coli 15977 N/A 13.4 28.6 44.8 61.9 80.1 Meng and Gerba 1996
MS2 (Phage) E. coli C3000 N/A 35 Battigelli et al. 1993
MS2 (Phage) E. coli ATCC 15597 N/A 19 40 61 Oppenheimer et al. 1993
MS2 (Phage) E. coli C3000 LP 20 42 69 92 Batch et al. 2004
MS2 (Phage) E. coli ATCC 15597 LP 20 42 70 98 133 Lazarova and Savoye 2004
MS2 (Phage) E. coli ATCC 15977 LP 20 50 85 120 Thurston-Enriquez et al., 2003
MS2 (Phage) E. coli HS(pFamp)R LP 45 75 100 125 155 Thompson et al. 2003
MS2 (Phage) E. coli C3000 LP 20 42 68 90 Linden et al. 2002a
MS2 (Phage) E. coli K-12 LP 18.5 36 55 Sommer et al. 2001
MS2 (Phage) E. coli NCIMB 9481 N/A 14 Tree et al. 2005
PHI X 174 (Phage) E. coli WG5 LP 2.2 5.3 7.3 10.5 Sommer et al. 1998
PHI X 174 (Phage) E. coli C3000 N/A 2.1 4.2 6.4 8.5 10.6 12.7 Battigelli et al. 1993
PHI X 174 (Phage) E. coli ATCC15597 N/A 4 8 12 Oppenheimer et al. 1993
PHI X 174 (Phage) E. coli WG 5 LP 3 5 7.5 10 12.5 15 Sommer et al. 2001
PHI X 174 (Phage) E. coli ATCC 13706 LP 2 3.5 5 7 Giese and Darby 2000
Staphylococcus aureus phage A 994 (Phage) Staphylococcus aureus 994 LP 8 17 25 36 47 Sommer et al. 1989
Calicivirus canine MDCK cell line LP 7 15 22 30 36 Husman et al. 2004
Calicivirus feline CRFK cell line LP 7 16 25 Husman et al. 2004
Calicivirus feline CRFK cell line N/A 4 9 14 Tree et al. 2005
Calicivirus feline CRFK cell line LP 5 15 23 30 39 Thurston-Enriquez et al. 2003
Adenovirus type 2 A549 cell line LP 20 45 80 110 Shin et al. 2005
Adenovirus type 2 Human lung cell line LP 35 55 75 100 Ballester and Malley 2004
Adenovirus type 2 PLC / PRF / 5 cell line LP 40 78 119 160 195 235 Gerba et al. 2002
Adenovirus type 15 A549 cell line (ATCC CCL-185) LP 40 80 122 165 210 Thompson et al. 2003
Adenovirus type 40 PLC / PRF / 5 cell line LP 55 105 155 Thurston-Enriquez et al. 2003
Adenovirus type 40 PLC / PRF / 5 cell line LP 30 ND ND 124 Meng and Gerba 1996
Adenovirus type 41 PLC / PRF / 5 cell line LP 23.6 ND ND 111.8 Meng and Gerba 1996
Poliovirus Type 1 ATCC Mahoney N/A N/A 6 14 23 30 Harris et al. 1987
Poliovirus Type 1 LSc2ab () MA104 cell N/A 5.6 11 16.5 21.5 Chang et al. 1985
Poliovirus Type 1 LSc2ab BGM cell LP 5.7 11 17.6 23.3 32 41 Wilson et al. 1992
Poliovirus 1 BGM cell line N/A 5 11 18 27 Tree et al. 2005
Poliovirus 1 CaCo2 cell-line (ATCC HTB37) LP 7 17 28 37 Thompson et al. 2003
Poliovirus 1 BGM cell line LP 8 15.5 23 31 Gerba et al. 2002
Poliovirus Type Mahoney Monkey kidney cell line Vero LP 3 7 14 40 Sommer et al. 1989
Coxsackievirus B5 Buffalo Green Monkey cell line N/A 6.9 13.7 20.6 Battigelli et al. 1993
Coxsackievirus B3 BGM cell line LP 8 16 24.5 32.5 Gerba et al. 2002
Coxsackievirus B5 BGM cell line LP 9.5 18 27 36 Gerba et al. 2002
Reovirus-3 Mouse L-60 N/A 11.2 22.4 Rauth 1965
Reovirus Type 1 Lang strain N/A N/A 16 36 Harris et al. 1987
Rotavirus SA-11 Monkey kidney cell line MA 104 LP 8 15 27 38 Sommer et al. 1989
Rotavirus SA-11 MA-104 cell line N/A 7.6 15.3 23 Battigelli et al. 1993
Rotavirus SA-11 MA-104 cell line N/A 7.1 14.8 25 Chang et al. 1985
Rotavirus SA-11 MA-104 cell line LP 9.1 19 26 36 48 Wilson et al. 1992
Rotavirus MA104 cells LP 20 80 140 200 Caballero et al. 2004
Hepatitis A HM175 FRhK-4 cell LP 5.1 13.7 22 29.6 Wilson et al. 1992
Hepatitis A HAV/HFS/GBM N/A 5.5 9.8 15 21 Wiedenmann et al. 1993
Hepatitis A HM175 FRhK-4 cell N/A 4.1 8.2 12.3 16.4 Battigelli et al. 1993
Echovirus I BGM cell line LP 8 16.5 25 33 Gerba et al. 2002
Echovirus II BGM cell line LP 7 14 20.5 28 Gerba et al. 2002

APÉNDICE B: Antecedentes de la desinfección UV-C

A continuación se presentan contribuciones importantes a lo largo del tiempo en cuanto al estudio de los microorganismos y su respuesta a la luz UV-C, empleada en forma de lámparas germicidas.

1845 – Fue comprobado que los microorganismos responden a la luz.

1855 – Arloing y Daclaux demostraron que la luz solar mata Bacillus anthracis y Tyrothrix scaber.

1877 – Downes y Blunt observaron que las bacterias eran inactivadas por la luz solar, siendo el espectro azul violeta el más efectivo. La exposición a la luz solar de tubos de ensayo que contenían la solución de Pasteur ha impedido el crecimiento de microorganismos dentro del tubo y, al aumentar la duración de la exposición, los tubos de ensayo permanecieron libres de bacterias durante varios meses.

Estas primeras investigaciones señalaron factores clave que influyen en la irradiación germicida ultravioleta (UVGI):

  • La inactivación de una cantidad determinada de organismos depende de la dosis de radiación recibida.
  • La dosis es el producto de la intensidad y la duración de la exposición.
  • La inactivación también depende de la longitud de onda de la radiación recibida.

1889 –  Widmark confirmó que los rayos UV-C de las lámparas de arco eran responsables de la inactivación de ciertos microorganismos.

1890 –  Koch demostró el efecto letal de la luz solar sobre la tuberculosis, lo cual fue un indicador temprano del uso moderno de los rayos UV-C para combatir esta enfermedad.

1892 –  Geisler utilizó un prisma y un helióstato para demostrar que la luz solar y las lámparas de arco eléctrico son letales para Bacillus Typhosus.

1903 – Niels Ryberg Finsen (1860-1904) fue galardonado con el Premio Nobel de Medicina al ser el primero en emplear los rayos UV-C en el tratamiento de enfermedades. Inventó la lámpara curativa Finsen, la cual se utilizó con éxito aun durante la década de los años 50s.

1903 –  Banard y Morgan determinaron que el espectro UV-C en el rango de 226-328 nm es biocida.

1908 – La luz UV-C se utilizó para desinfectar el suministro de agua municipal de Marsella, Francia.

1930s – Westinghouse desarrolló las primeras lámparas germicidas UV-C comerciales, las cuales se utilizaban principalmente en hospitales.

1932 –  Ehris y Noethling aislaron el espectro biocida a 253.7 nm.

1933-1935 – William F. Wells demostró que los microorganismos en las gotas expectoradas se pueden matar en el aire con UV-C.

1937-1941 – Wells demostró que la irradiación germicida UV en la parte superior de la pieza prevenía la propagación del sarampión en las escuelas públicas. Sin embargo, ha sido difícil replicar estos hallazgos.

Después de la Segunda Guerra Mundial – La UV-C se utilizó para esterilizar el aire en hospitales, cocinas, plantas de procesamiento y almacenamiento de carne, panaderías, cervecerías, lecherías, producción de bebidas, plantas farmacéuticas y laboratorios de animales; en cualquier lugar donde la contaminación microbiológica fuera una preocupación.

1950s – La tecnología UV-C se incorporó a los equipos de tratamiento de aire. Se convirtió en un componente importante en el control y erradicación de la tuberculosis después de que Riley probara su efectividad en 1957.

1960s – La preocupación por los microbios disminuyó con la introducción y la creciente disponibilidad de nuevos medicamentos y limpiadores esterilizantes.

1970s – La crisis energética durante esta década despertó el entusiasmo por la conservación. Para ahorrar energía, los sistemas de calefacción, ventilación y aire acondicionado (HVAC) se apagaban cuando no estaban en uso. La condensación que antes se evaporaba gracias al aire en constante movimiento, ahora se acumulaba en las bobinas y en la bandeja de drenaje. Como resultado, el moho y otros microorganismos se multiplicaron en este ambiente oscuro y húmedo. Entonces, al reiniciarse los sistemas, los contaminantes microbianos circulaban por todo el edificio.

1994 – La CDC reconoció la eficacia de los rayos UV-C para el control de la tuberculosis.

1999 – La OMS recomendó la UVGI para el control de la tuberculosis.

2014 – La luz UV-C fue utilizada como parte del procedimiento final de limpieza dentro de la Unidad de Biocontención de Nebraska una vez dados de alta los pacientes que habían padecido Ébola.

2020 – La luz UV-C fue recomendada para la desinfección de máscaras N95 y otros EPP durante la pandemia de SARS-CoV-2.

Los avances tecnológicos recientes han hecho posible que la tecnología de desinfección UV-C se implemente en un rango de aplicaciones en constante expansión.

A través de asociaciones estratégicas con los principales fabricantes, los proveedores de tecnología UV-C se encuentran en una posición única para proporcionar a sus clientes los mejores productos germicidas UV-C para satisfacer sus necesidades específicas.

APÉNDICE C: Referencias

Amoah, K., Craik, S., Smith, D. W. & Belosevic, M. (2005). Inactivation of Cryptosporidium oocysts and Giardia cysts by ultraviolet light in the presence of natural particulate matter. Journal of Water Supply, Research and Technology-Aqua, 54 (3): 165–178.

Ballester, N. A. & Malley, J. P. (2004). Sequential disinfection of adenovirus type 2 with UV-chlorine- chloramine. Journal American Water Works Association, 96(10): 97-103.

Batch, L. F., Schulz, C. R. & Linden, K. G. (2004). Evaluating water quality effects on UV disinfection of MS2 coliphage. Journal American Water Works Association, 96(7): 75-87.

Battigelli, D. A., Sobsey, M. D. & Lobe, D. C. (1993). The inactivation of Hepatitis A virus and other model viruses by UV irradiation. Water Science & Technology, 27(3-4): 339-342.

Belosevic, M., Craik, S. A., Stafford, J. L. Neumann, N. E., Kruithof, J. & Smith, D. W. (2001). Studies on the resistance/reaction of Giardia muris cysts and C. parvum oocysts exposed to medium-pressure ultraviolet radiation. FEMS Microbiology Letters, 204(1): 197-204.

Bolton J. R. & Linden, K. G. (2003). Standardization of Methods for Fluence (UV Dose) Determination in Bench-Scale UV Experiments. Journal of Environmental Engineering, 129(3): 209-216.

Boyce, J. M., Farrel, P. A.,Towle, D., Fekieta, R., & Aniskiewicz, M. (2016). Impact of Room Location on UV-C Irradiance and UV-C Dosage and Antimicrobial Effect Delivered by a Mobile UV-C Light Device. Infection Control Hospital Epidemiology, 37(6): 667-72.

Bukhari, Z., Abrams, F. & LeChevallier, M. (2004). Using ultraviolet light for disinfection of finished water. Water Science & Technology, 50(1): 173-178.

Caballero, S., Abad, F. X., Loisy, F., Le Guyader, F. S., Cohen, J., Pintó, R. M. & Bosch, A. (2004). Rotavirus virus-like particles as surrogates in environmental persistence and inactivation studies. Applied and Environmental Microbiology, 70(7): 3904-3909.

Cadnum, J. L., Tomas, M. E., Sankar, T., Jencson, A., Mathew, J. I., Kundrapu, S. & Donskey, C. J. (2016). Effect of Variation in Test methods on Performance of Ultraviolet-C Radiation Room Decontamination. Infection Control Hospital Epidemiology, 37(5): 555-60

Campbell, A. T. & Wallis, P. (2002). The effect of UV irradiation on human-derived Giardia lamblia cysts, Water Research, 36(4): 963-9.

Carlson, D. A., Seabloom, R. W., DeWalle, F. B., Wetzler, T. F., Engeset, J., Butler, R., Wangsuphachart, S. & Wang, S. (1985). Ultraviolet disinfection of water for small water supplies. US EPA Report No. EPA/600/S2-85/092.

Chang, J. C. H., Osoff, S. F., Lobe, D. C., Dorfman, M. H., Dumais, C. M., Qualls, R. G. & Johnson, J.D. (1985). UV. inactivation of pathogenic and indicator microorganisms. Applied and Environmental Microbiology, 49(6): 1361-1365.

Clancy, J. L., Bukhari, Z., Hargy, T. M., Bolton, J. R., Dussert, B. W. & Marshall, M. M. (2000). Using UV to inactivate Cryptosporidium – Even extremely low dosages of ultraviolet light can be highly effective for inactivating Cryptosporidium oocysts. Journal American Water Works Association, 92(9): 97-104.

Clancy, J. L., Marshall, M. M., Hargy, T. M. and Korich, D. G. (2004). Susceptibility of five strains of Cryptosporidium parvum oocysts to UV light. Journal American Water Works Association, 96(3): 84-93.

Craik, S. A., Finch, G. R., Bolton, J. R. & Belosevic, M. (2000). Inactivation of Giardia muris cysts using medium-pressure ultraviolet radiation in filtered water. Water Research, 34(18): 4325-4332.

Craik, S. A., Weldon, D., Finch, G. R., Bolton, J. R. & Belosevic, M. (2001). Inactivation of Cryptosporidium parvum oocysts using medium and low-pressure ultraviolet radiation. Water Research, 35(6): 1387-1398.

EPA 712-C-07-056 (2012). Product Performance Test Guidelines: OCSPP 810.2100 Sterilants–Efficacy Data Recommendations,

https://www.regulations.gov/document?D=EPA-HQ-OPPT-2009-0150-0020

EPA 712-C-07-074 (2012). Product Performance Test Guidelines OCSPP 810.2200: Disinfectants for Use on Hard Surfaces—Efficacy Data Recommendations,

https://www.regulations.gov/document?D=EPA-HQ-OPPT-2009-0150-0021

Gerba, C. P., Gramos, D. M. & Nwachuku, N. (2002). Comparative inactivation of enteroviruses and adenovirus 2 by UV light. Applied and Environmental Microbiology, 68(10): 5167-5169.

Giese, N. & Darby, J. 2000. Sensitivity of microorganisms to different wavelengths of UV light: implications on modeling of medium pressure UV systems. Water Research, 34(16): 4007-4013.

Harris, G. D., Adams, V. D., Sorensen, D. L. & Curtis, M.S. (1987). Ultraviolet inactivation of selected bacteria and viruses with photoreactivation of the bacteria. Water Research, 21(6): 687-692.

Hayes, S. L., Rice, E. W., Ware, M. W. & Schaefer III, F. W. (2003). Low pressure ultraviolet studies for inactivation of Giardia muris cysts. J Applied and Environmental Microbiology, 94(1): 54-59.

Hijnen, W. A. M., Beerendonk, E. F. & Medema, G. J. (2006). Inactivation credit of UV radiation for viruses, bacteria and protozoan (oo)cysts in water; a review. Water Research, 40(1): 3-22.

Hoyer, O. (1998). Testing performance and monitoring of UV systems for drinking water disinfection, Water Supply, 16(1-2): 424-429.

Huffman, D. E., Gennaccaro, A., Rose, J. B. &  Dussert, B.W. (2002). Low- and medium-pressure UV inactivation of microsporidia Encephalitozoon intestinalis, Water Research, 36(12): 3161-3164.

Husman, A. M. D., Bijkerk, P., Lodder, W., Van den Berg, H., Pribil, W., Cabaj, A., Gehringer, P., Sommer, R. & Duizer, E. (2004). Calicivirus inactivation by nonionizing 253.7-nanometer-wavelength (UV) and ionizing (Gamma) radiation, Applied and Environmental Microbiology, 70(9): 5089-5093.

Johnson, A. M., Linden, K., Ciociola, K. M., De Leon, R., Widmer, G. & Rochelle, P. A. (2005). UV inactivation of Cryptosporidium hominis as measured in cell culture, Applied and Environmental Microbiology, 71(5): 2800-2802.

Joux, F., Jeffrey, W. H., Lebaron, P. & Mitchell, D. L. (1999). Marine bacterial isolates display diverse responses to UV-B radiation, Applied and Environmental Microbiology, 65(9): 3820-3827.

Karanis, P., Maier, W. A., Seitz, H. M. & Schoenen, D. (1992). UV sensitivity of protozoan parasites, Journal Water SRT-Aqua, 41(2): 95-100; 294-298.

Koganti, S., Alhmidi, H., Tomas, M. E., Cadnum, J. L., Jencson, A. & Donskey, C. J. (2016). Evalution of Hospital Floors as a Potential Source of Pathogen Dissemination Using a Nonpathogenic Virus as a Surrogate Marker, Infection Control & Hospital Epidemiology, Vol. 37(11): 1374-1377.

Lazarova, V. & Savoye, P. (2004). Technical and sanitary aspect of wastewater disinfection by ultraviolet irradiation for landscape irrigation, Water Science and Technology, 50(2): 203-209.

Liltved, H. & Landfald, B. (1996). Influence of liquid holding recovery and photoreactivation on survival of ultraviolet-irradiated fish pathogenic bacteria, Water Research, 30(5): 1109-1114.

Linden, K. G., Batch, L. & Schulz, C. (2002a). UV disinfection of filtered water supplies: water quality impacts on MS2 dose-response curves,

Proceedings American Water Works Association. Annual Conference, American Water Works Association, Denver, CO.

Linden, K. G., Shin, G. A., Faubert, G., Cairns, W. & Sobsey, M. D. (2002b). UV disinfection of Giardia lamblia cysts in water, Environmental Science & Technology, 36(11): 2519-2522.

Log Reduction graphic (2014). Courtesy of: http://www.bestsanitizers.com

Mamane-Gravetz, H. & Linden, K. G. (2004). UV disinfection of indigenous aerobic spores: Implications for UV reactor validation in unfiltered waters, Water Research, 38(12): 2898-2906.

Marshall, M. M., Hayes, S., Moffett, J., Sterling, C. R. & Nicholson, W. L. (2003). Comparison of UV inactivation of three Encephalitozoon species with that of spores of two DNA repair-deficient Bacillus subtilis biodosimetry strains, Applied and Environmental Microbiology, 69(1): 683-685.

Martin, E. L., Reinhardt, R. L., Baum, L. L., Becker, M. R., Shaffer, J. J. & Kokjohn, T. A. (2000). The effects of ultraviolet radiation on the moderate halophile Halomonas elongata and the extreme halophile Halobacterium salinarum, Canadian Jornal of Microbiology, 46(2): 180-187.

Maya, C., Beltran, N., Jimenez, B. & Bonilla, P. (2003). Evaluation of the UV disinfection process in bacteria and amphizoic amoebae inactivation, Water Science and Technology: Water Supply, 3(4): 285-291.

Meng, Q. S. & Gerba, C. P. (1996). Comparative inactivation of enteric adenoviruses, poliovirus and coliphages by ultraviolet irradiation, Water Research, 30(11): 2665-2668.

Mofidi, A. A., Meyer, E. A., Wallis, P. M., Chou, C. I., Meyer, B. P., Ramalingam, S. & Coffey, B. M. (2002). The effect of UV light on the inactivation of Giardia lamblia and Giardia muris cysts as determined by animal infectivity assay, Water Research, 36(8): 2098-2108.

Morita, S., Namikoshi, A., Hirata, T., Oguma, K., Katayama, H., Ohgaki, S., Motoyama, N. & Fujiwara, M. (2002). Efficacity of UV irradiation in inactivating C. parvum oocysts, Applied and Environmental Microbiology, 68(11): 5387-5393.

Nerandzic, M. M., Thota, P., Sankar, T., Jencson, A., Cadnum, J. L., Ray, A. J., Salata, R.A., Watkins, R. R. & Donskey, C. J., (2015). Evaluation of a Pulsed Xenon Ultraviolet Disinfection System for Reduction of Healthcare-Associated Pathogens in Hospital Rooms, Infection Control & Hospital Epidemiology, 36 (2): 192-197.

Nieuwstad, T. J. & Havelaar, A. H. (2008). The kinetics of batch ultraviolet inactivation of bacteriophage MS2 and microbiological calibration of an ultraviolet pilot plant, Journal of Environmental Science and Health, A29(9): 1993-2007.

Oguma, K., Katayama, H. & Ohgaki, S. (2002). Photoreactivation of E. coli after low- or medium- pressure UV disinfection determined by an endonuclease sensitive site assay, Applied and Environmental Microbiology, 68(12): 6029-6035.

Oguma, K., Katayama, H. & Ohgaki, S. (2004). Photoreactivation of Legionella pneumophila after inactivation by low or medium-pressure ultraviolet lamp, Water Research, 38(11): 2757-2763.

Oppenheimer, J. A., Hoagland, J. E., Laine, J. M., Jacangelo, J. G. & Bhamrah, A. (1993). Microbial inactivation and charcaterization of toxicity and by-products occurring in reclaimed wastewater disinfected with UV radiation, Conference on Planning, Design and Operation of Effluent

Disinfection Systems, Whippany, NJ, May 23-25, 1993, Water Environmental Federation Plan, Alexandria, VA.

Otaki, M., Okuda, A., Tajima, K., Iwasaki, T., Kinoshita, S. & Ohgaki, S. (2003). Inactivation differences of microorganisms by low pressure UV and pulsed xenon lamps, Water Science and Technology, 47(3): 185-190.

Rauth, A. M. (1965). The physical state of viral nucleic acid and the sensitivity of viruses to ultraviolet light, Biophysical Journal, 5(3): 257-273.

Rice, E. W. & Hoff, J. C. (1981). Inactivation of Giardia lamblia cysts by ultraviolet irradiation, Applied and Environmental Microbiology, 42(3): 546-547.

Shin, G. A., Linden, K. G. & Sobsey, M. D. (2000). Comparative inactivation of Cryptosporidium parvum oocysts and colliphage MS2 by monochromatic UV radiation, Proceedings of Disinfection 2000: Disinfection of Wastes in the New Millennium, New Orleans, Water Environment Federation, Alexandria, VA.

Shin, G. A., Linden, K.G., Arrowood, M. J. & Sobsey, M. D. (2001). Low-pressure UV inactivation and DNA repair potential of C. parvum oocysts, Applied and Environmental Microbiology, 67(7): 3029-3032.

Shin, G. A., Linden, K.  G. & Sobsey, M. D. (2005). Low pressure ultraviolet inactivation of pathogenic enteric viruses and bacteriophages, Journal Environmental Engineering and Science, 4(S1): 4-36.

Sommer, R., Weber, G., Cabaj, A., Wekerle, J., Keck, G., & Schauberger, G. (1989). UV inactivation of micro- organisms in water. Zentralab Hyg. Umweltmed, 189(3): 214-224.

Sommer, R., Haider, T., Cabaj, A., Pribil, W. & Lhotsky, M. (1998). Time dose reciprocity in UV disinfection of water, Water Science and Technology, 38(12): 145-150.

Sommer, R., Cabaj, A., Sandu, T. & Lhotsky, M. (1999). Measurement of UV radiation using suspensions of microorganisms, J. Photochem. Photobiol., 53(1-3): 1-6.

Sommer, R., Lhotsky, M., Haider, T. & Cabaj, A. (2000). UV inactivation, liquid-holding recovery, and photoreactivation of E. coli O157 and other

pathogenic E. coli strains in water, Jornal of Food Protection, 63(8): 1015-1020.

Sommer, R., Pribil, W., Appelt, S., Gehringer, P., Eschweiler, H., Leth, H., Cabaj, A. & Haider, T. (2001). Inactivation of bacteriophages in water by means of non-ionizing (UV-253.7 nm) and ionizing (gamma) radiation: A comparative approach, Water Research, 35(13): 3109- 3116.

Thurston-Enriquez, J. A. , Haas, C. N. , Jacangelo, J. , Riley, K. & Gerba, C. P. (2003). Inactivation of feline calcivirus and adenovirus type 40 by UV radiation, Applied and Environmental Microbiology, 69(1): 577-582.

Thompson, S. S., Jackson, J. L., Suva-Castillo, M., Yanko, W. A., Jack, Z.  E., Kuo, J., Chen, C. L., Williams, F. P. & Schnurr, D. P. (2003). Detection of infectious human adenoviruses in tertiary-treated and ultraviolet-disinfected wastewater, Water Environmental Research, 75(2): 163-170.

Tosa, K. & Hirata, T. (1998). HRWM-39: Photoreactivation of Salmonella following UV disinfection, IAWQ 19th Biennial International Conference, Vol. 10, Health- Related Water Microbiology.

Tosa, K. & Hirata, T. (1999). Photoreactivation of enterohemorrhagic E. coli following UV disinfection, Water Research, 33(2): 361-366.

Tree, J. A., Adams, M. R. & Lees, D. N. (1997). Virus inactivation during disinfection of wastewater by chlorination and UV irradiation and the efficacy of F+ bacteriophage as a ‘viral indicator’, Water Science and Technology, 35(11-12): 227-232.

Tree, J. A., Adams, M. R. & Lees, D. N. (2005). Disinfection of feline calicivirus (a surrogate for Norovirus) in wastewaters, Journal of Applied Microbiology, 98(1): 155-162.

Wiedenmann, A. , Fischer, B., Straub, U., Wang, C. H., Flehmig, B. & Schoenen, D. (1993). Disinfection of Hepatitis A virus and MS-2 coliphage in

water by ultraviolet irradiation: Comparison of UV-susceptibility, Water Science and Technology, 27(3-4): 335-338.

Wilson, B. R., Roessler, P. F., Van Dellen, E., Abbaszadegan, M. & Gerba, C. P. (1992). Coliphage MS-2 as a UV water disinfection efficacy test surrogate for bacterial and viral pathogens, Proceedings, Water Quality Technology Conference, Nov 15-19, 1992, Toronto, Canada, pp. 219-235, Amererican Water Works Association, Denver, CO.

Wu, Y., Clevenger, T. & Deng, B. (2005). Impacts of goethite particles on UV disinfection of drinking water, Appl. Environ. Microbiol., 71(7): 4140-4143.

Yaun, B.R., Sumner, S.S., Eifert, J.D. and Marcy, J.E. 2003. Response of Salmonella and E. coli O157:H7 to UV energy, J. Food Protection, 66(6): 1071-1073.

Zimmer, J.L. and Slawson, R.M. 2002. Potential repair of E. coli DNA following exposure to UV radiation from both medium- and low-pressure UV sources used in drinking water treatment, Applied and Environmental Microbiology, 68(7): 3293-3299.

Zimmer, J. L., Slawson, R. M. & Huck, P. M. (2003). Inactivation and potential repair of C. parvum following low- and medium-pressure ultraviolet irradiation, Water Research, 37(14): 3517-3523.